热应激对小鼠血液氧化指标的影响
tressed at 43℃ for 0.5h, recovery 6 hours. After heat stress，the level of serum MDA and T-AOC were measured The research found that the level of serum MDA and T-AOC in the treatment group I are higher than the control group (P<0.05); The level of serum MDA in the treatment group II are higher than the control group too, but the level of T-AOC has no significant difference. Research shows that both the acute and chronic heat stress could induce the oxidative stress in mice, but the increased level of T-AOC in chronic heat stress group may be due to the mild heat treatment which could stimulate the bodys temporary self-protection mechanism of oxidative balance.前言应激是机体对外界或内部的各种非常刺激所产生的非特导性应答反应，机体对于热应激的反应常常伴随着生理与行为的变化。本课题旨在通过对小鼠进行慢性热处理以评估慢性热处理对小鼠机体氧化水平的影响。在正常情况下，机体会不断产生多种内源性抗自由基的活性物质，它们能不断清除自由基，从而使机体免受损害。丙二醛（MDA）是生物膜发生脂质过氧化的重要产物之一，其含量可间接反映出细胞受损的程度。总抗氧化能力（T-AOC）水平直接反映体内抗氧化酶活性和非酶类抗氧化物的总体水平[1]。研究发现，热应激会导致机体的体温调节紊乱[2]、呼吸急促[3] 、导致明显的血液流变学改变[4]、高温对免疫功能的抑制具有明显的时相性[5]。国外学者在热应激对于机体的影响也有着详细的研究[6]，这些研究包括抑制DNA合成，转录，RNA加工和翻译；抑制细胞周期的进展；使蛋白质裂解变性等。但热作为一种应激源其是否会导致机体发生氧化应激，从而引起一系列对机体的影响。本试验是通过对小鼠进行急性和慢性热处理，而后测定小鼠血液中MDA以及T-AOC指标以判断慢性热处理是否会对小鼠机体氧化水平产生影响。材料与方法1.1材料1.1.1实验动物本实验采用健康昆明种纯系鼠32只，鼠龄5-6周（雌雄不拘），体重28±2g，由南京青龙山实验动物中心提供。1.1.2主要仪器设备酶标仪(Synergy 2，美国BioTek公司)， FPQ多波段人工气候室（宁波来福科技有限公司），GTL离心机，冰箱，试管、微量移液器、漩涡混匀器、恒温水浴锅等。1.1.3药品及试剂T-AOC和MDA试剂盒(南京建成生物工程研究所)。其他试剂均为国产分析纯。1.2 实验方法1.2.1小鼠热处理热处理将动物随机分为4组每组8只，即对照组Ⅰ、Ⅱ（C,Control）、热处理组Ⅰ、Ⅱ。热处理组Ⅰ（慢性处理组）是将小鼠每天置于人工气候室0.5h（每天下午14:00-14:30），人工气候室条件为气温39℃，湿度60%，连续处理2周。热处理组Ⅱ（急性处理组）是将小鼠置于人工气候室0.5h，人工气候室条件为气温43℃，湿度60%，热处理后恢复6小时。对照组Ⅰ、Ⅱ于20℃左右饲养，处理期间对照与试验组均禁食禁水，其余时间自由采食。连续两周热处理后采血，分离血清。1.2.2血浆样本前处理血浆在测试前3500转/分离心15分钟，取上清液分装于管中，置于-20℃冰箱中保存待测。1.2.3血清T-AOC和MDA的测定血清MDA活性测定采用硫代巴比妥酸法，在波长532nm读取光密度(D)值，MDA含量以nmol/ml（纳摩尔/毫升）。血清T-AOC活性测定采用采用菲啉类物质比色法测定，在波长520 nm读取光密度(D)值，T-AOC含量以U/ml 活力单位表示。T-AOC的测定比色法。按照试剂盒说明书配制所需药品，按照表1-1的测定加样程序，测定血清中总抗氧化能力。表1-1 血清中MDA含量测定加样程序测定管对照管试剂一（ml）11血清（ml）a*试剂二应用液（ml）22试剂三应用液（ml）0.50.5漩涡混匀器充分混匀，37℃水浴30分钟试剂四（ml）0.10.1血清（ml）a*T-AOC测定计算公式血清T-AOC能力（单位/毫升血清）=测定OD值-对照OD值÷30×反应液总体积（ml）×样品测试前稀释倍数0.01取样量（ml）MDA的测定采用硫代巴比妥酸(TBA)法。按照试剂盒说明书配制所需药品，按照表1-2的测定加样程序，测定血清中MDA的值。表1-2血清中T-AOC水平测定加样程序标准管空白管测定管对照管10nmol/ml 标准品（ml）a*无水乙醇（ml）a*测试样品（ml）a*a*试剂一（ml）a*a*a*a*混匀（摇动几下试管架）试剂二（ml）3333试剂三（ml）11150%冰醋酸（ml）1旋涡混匀器混匀，试管口用保鲜薄膜扎紧，用针头剌一小孔，95℃沸水浴40分钟，取出后流水冷却，然后3500-4000转／分，离心10分钟，（3000转／分以下离心时间需延长，目的使沉淀完全）。取上清，532nm处，1 cm光径，蒸馏水调零，测各管吸光度值。a*表示所取的样品量、标准品量、无水乙醇的量、试剂一的量，四者均相等。MDA测定计算公式血清中MDA含量（nmol/ml)=测定OD值-对照OD值×标准样品浓度（10nmol/ml)×样本测试前稀释倍数标准OD值-空白OD值1.3 数据分析两组数据用平均值±标准误(Mean±SEM)来表示。试验数据采用T检验分析。试验结果2.1小鼠热处理后的行为学观察慢性热处理组本试验刚开始进行慢性热处理时，小鼠烦躁不安，活动量增加，但随着热处理时间的延长，小鼠开始变得安静，处理结束较对照组饮水增多。在试验末期，小鼠对慢性热处理烦躁不安的表现不如试验初期明显。急性热处理组从试验开始小鼠就表现为烦躁不安，活动量增加，热处理后恢复6h阶段饮水增多。2.2慢性热处理对小鼠血清T-AOC和MDA水平的影响从表2-1可以看出，慢性热处理后小鼠血清中T-AOC水平升高，与对照组比较差异显著（P<0.05），而MDA含量试验组也高于对照组（P<0.01）。表2-1 慢性热处理小鼠血清中T-AOC和MDA水平（X±S）组别（T-AOC)/(U·ml-1）（MDA)/(nmol·ml-1）对照组115.37±28.735.13±0.45试验组177.78±51.47*6.0±0.43**实验组与对照组比较*P<0.05，**P<0.01图2-1 慢性热处理小鼠血清中T-AOC和MDA水平2.3急性热处理对小鼠血清T-AOC和MDA水平的影响从表2-2可以看出，急性热处理后小鼠血清中T-AOC水平对照组比较无显著差异,但MDA含量试验组显著高于对照组（P<0.01）。表2-2 急性热处理小鼠血清中T-AOC和MDA水平（X±S）组别（T-AOC)/(U·ml-1）（MDA)/(nmol·ml-1）对照组124.12±17.595.2±0.61实验组132.29±20.936.9±0.54**实验组与对照组比较*P<0.05，**P<0.01图2-2急性热处理小鼠血清中T-AOC和MDA水平结果与讨论在正常的生理条件下，体内自由基的产生、消耗和消除维持在一个动态的平衡中，自由基的消除依赖于不同的抗氧化酶。MDA含量可反映组织中自由基的含量和脂质过氧化程度，因MDA是过多的ROS攻击生物膜中的多不饱和脂肪酸（PUFA），引发脂质过氧化作用，生成脂质过氧化物（LPO），LPO分解时而产生的[7,8]。 机体中存在多种抗氧化物，包括抗氧化大分子、抗氧化小分子和酶等，可以清除体内产生的各种活性氧，以阻止活性氧诱导的氧化应激的产生。一个体系内的各种抗氧化大分子、抗氧化小分子和酶的总的水平即体现了该体系内的总抗氧化能力。依据衰老的自由基学说[10]，衰老过程可能就是细胞和组织中不断进行的自由基损伤的总和，而血浆T-AOC系统正式主要起着防护氧化作用，它通过消除自由基、活性氧及分解过氧化物、阻断过氧化链，以免引发组织细胞脂质过氧化。T-AOC反映的是机体所具有的总抗氧化能力，这在评价对机体是否造成氧化损伤时其他单项抗氧化剂指标所无法比拟的。如果机体T-AOC显著减低，表明体内抗氧化系统的大量消耗，间接提示了体内自由基的大量产生[9]。所以T-AOC和MDA可以反映活性氧的代谢水平及其对组织的损伤水平。本研究测定血清中T-AOC和MDA的含量，以确定体外热应激是否诱导机体氧化平衡的改变，从而诱发氧化损伤。由于动物机体在不同的应激条件下都会引起活性氧的产生，这些应激因子其中包括温度应激，如冷、热应激[10]。热应激时机体体温升高，并常伴随着机体的氧化损伤，活性氧ROS的合成增加并且与细胞内的生物大分子相互作用而损伤细胞[11]。热应激可以通过刺激脑，心脏，肝脏和肌肉内ROS的产生而导致氧化应激的发生[12]。从本试验结果可知热处理2周血清中MDA含量提高（P<0.01）,这可能与热应激所诱导的氧化损伤密切相关，但在本研究中发现慢性热应激引起T-AOC水平的升高，T-AOC升高可能是机体为了抵抗外源应激出现短时间内T-AOC水平升高，所以这可能是机体的抵抗机制，但最终机体的氧化失衡会导致T-AOC的降低。郭婷等[13]的研究也同样出现了MDA与T-AOC的同时上升的情况，而后在后续的研究中T-AOC水平下降。在急性热处理组中，我们发现MDA含量提高，而T-AOC水平无显著变化，这可能是由于急性热应激后6小时，机体并未完全对应激做出反应。结论本研究的结果表明，小鼠受到慢性热应激后，其血清中的MDA含量和T-AOC水平在热处理后显著升高。慢性热应激处理会导致小鼠的氧化损伤，但小鼠在热处理前期抗氧化能力也会提高，根据其它相似的研究推测随着时间的推移，小鼠血清中T-AOC水平会出现下降趋势。另外，急性热应激小鼠血清中MDA含量会提高，但T-AOC水平没有明显变化。综上所述，急性和慢性热应激都会导致小鼠发生氧化应激。致谢参考文献刘海燕,闫晓刚,等.发酵酶解豆粕对小鼠血液抗氧化指标和胃肠道消化酶活性及肠道菌群的影响[J]. 中国畜牧杂志. 2011(21).杜桂仙.热环境劳动的生理上限.军事医学院院刊,1985(9):375.吴庆鹉.温度和日粮营养水平对产蛋鸡品质影响的研究.山东农业大学学报, 1990,Oct. 23: 18-19.马德选,徐如祥,朱红胜.湿热环境下猫颅脑火器伤早期血液流变学的变化.中华神经医学杂志,2003,2(2):126-129.李泽,罗炳德,闫艳,等.热暴露大鼠肠系膜淋巴结ＤＣ的研究.中国公共卫生,2002,18(1):79-80.Lindquist S. The heat-shock response. Annu Rev Biochem 55: 1151–1191, 1986.黄毅. 热应激对小鼠肝脏抗氧化功能的影响及日粮添加TBHQ的缓解作用研究[D].大学,2012.邓洋,许秀举,于海平. 啤酒对大鼠血清的LDH和T-AOC的影响[J]. 食品科技,2009,05:120-122+131.顾丽燕,章岚,张一民. 不同游泳运动对大鼠血清MDA、SOD、T-AOC的影响[J]. 武汉体育学院学报,2004,03:28-31.Avery SV. Molecular target of oxidative stress. Biochem J. 2011; 434, 201–210.Amaud C, Joyeux M, Garrel C, et al. Free-radical production triggered by hyperthermia contributes to heat stress-induced cardioprotection in isolated rat hearts. British Journal of Pharmacology. 2002; 135: 1776-1782.White MG, Luca LE, Nonner D, et al. Cellular mechanisms of neuronal damage from hyperthermia, Prog Brain Res. 207; 162: 347-71.郭婷,马园园,田鹏,刘燕,袁伦强. 铬暴露对草鱼的氧化损伤及抗氧化能力的影响[J]. 安徽农业科学,2012,28:13832-13834.
目录
摘要 1
关键字 1
Abstract. 1
Keywords 1
前言 1
1材料与方法 2
1.1材料 2
1.1.1实验动物 2
1.1.2主要仪器设备 2
1.1.3药品及试剂 2
1.2 实验方法 2
1.2.1小鼠热处理 2
1.2.3血清TAOC和MDA的测定 2
1.3 数据分析 4
2试验结果 4
2.1小鼠热处理后的行为学观察 4
2.2慢性热处理对小鼠血清TAOC和MDA水平的影响 4
2.3急性热处理对小鼠血清TAOC和MDA水平的影响 4
3. 结果与讨论 4
4. 结论 6
致谢 6
参考文献 6
应激对小鼠血液氧化指标的影响
引言
原文链接：http://www.jxszl.com/yxlw/dwyx/43523.html
热门阅读
