森林草莓（Fragaria vesca）是八倍体栽培草莓的模式植物。植物生长调节剂（PGR）的平衡是组织培养成功获得再生幼苗的决定性因素。此外，在植物遗传转化的过程中，由标记基因引起的对选择性试剂的敏感性取决于再生培养基中选择性试剂的浓度。我们研究了TDZ，6-BA和玉米素与IBA的不同激素配伍以及对Hawaii森林草莓Hawaii 4叶片外植体芽再生的影响。研究发现，T5处理（3.0 mg/L 6-BA + 0.2 mg/L IBA）对Hawaii 4Hawaii芽再生的最佳效果。此外，当潮霉素和草铵膦的浓度分别超过3.0 mg/L和2.5 mg/L时，叶片上没有愈伤组织形成，叶片基本失去活力并被严重漂白。因此，我们确定潮霉素和草铵膦的最小致死剂量分别为3.0mg/L和2.5mg/L。
目录
摘要3
关键词3
Abstract3
Key words3
引言（或绪论）3
1材料与方法3
1.1植物材料制备 4
1.2植物激素对芽再生的影响 5
1.3叶片外植体对选择剂的耐受性4
1.4统计设计和分析4
2结果与分析5
2.1植物激素对Hawaii 4芽再生的影响 6
2.2 Hawaii4的再生过程 7
2.3 叶片外植体对选择试剂的耐受性8
3讨论 8
致谢9
参考文献9
植物生长调节剂和选择试剂对森林草莓Hawaii4再生的影响
引言
引言
草莓（Fragaria vesca）通常称为森林或高山草莓，是蔷薇科（Rosaceae）草莓属（Fragaria）的多年生草本植物。森林草莓是栽培草莓和蔷薇科物种的新兴模式植物，它体积小，易于生长，生命周期短，且易于遗传转化（Darwish et al., 2015；Shulaev et al., 2011）。根据植物细胞的全能性，植物细胞在分裂和分化后具有形成完整生物体的潜力（Biswas和HOSSAIN 2010）。不同的再生效率与许多因素有关，如品种来源（基因型），外植体类型（叶片，茎尖，叶柄，根等）和环境等（Reis *景先生毕设|www.jxszl.com +Q: ^351916072# 
和Ayub 2015； Zakaria et al., 2014）。此外，培养基中植物生长调节因子不同配伍对器官发生具有不同的影响（Husaini et al., 2011；Motte et al., 2014）。
有研究表明，不同的植物生长调节因子（6BA和IBA，6BA和2,4D，6BA和IAA，以及KT和IBA）配伍在草莓再生方面存在一定的差异（Nehra et al., 1992；Thakur et al., 2010； Wang et al., 2015； Yuan et al., 2004）。TDZ是一种细胞分裂素类似物，广泛用于草莓的芽增殖和再生（Barcelóet al., 1998； Landi和Mezzetti 2006）。据报道，TDZ或6BA与IBA组合对草莓芽的再生是有效的（Ghasemi et al., 2015； Landi和Mezzetti 2006；Mao et al., 2013）。玉米素作为细胞分裂素，常被用作诱导再生芽形成的，可以促进体外草莓培养的生根（Debnath 2015； Haddadi et al., 2013）。
遗传转化可以帮助植物更好地应对生物和非生物胁迫，从而更好地适应各种外界环境（Reis和Ayub 2015； Silva et al., 2010）。合适的选择性试剂对于遗传转化体系是必需的。标记基因（Npt II，bar，hpt等）可使转基因植物对选择性试剂产生抗性，如卡那霉素（Alsheikh et al., 2002），遗传霉素（Mathews et al., 1995），潮霉素（Mathews et al., 1995）和草铵膦（也称为草丁膦）（Folta et al., 2006；Wang et al., 2004），通过抑制未转化芽的生长，有助于转化植物的选择（Karami et al., 2009）。然而，选择性试剂也可能对植物再生产生一些负面影响（Karami et al., 2009），因此，选择合适的选择性试剂并确定选择性试剂的适当浓度对于植物遗传转化来说至关重要。
本文研究TDZ，6BA和玉米素与IBA的不同配伍对于诱导森林草莓Hawaii 4叶片再生的影响。此外，为了后续转基因体系的建立，我们还拟研究Hawaii 4对于潮霉素和草铵膦的最小致死浓度。由此可为森林草莓的转基因再生体系的建立提供理论和实践基础。
1 材料与方法
1．1 植物材料制备
首先，将二倍体森林草莓 Hawaii 4的种子在水中浸泡46小时，用70％酒精消毒1分钟，然后用20％次氯酸钠和0.1％Tween20消毒20分钟，最后用无菌蒸馏水冲洗四次。接下来，将种子转移到含有盐和维生素的基本培养基上培养，如Murashige和Skoog（1962）所述，培养基中含有3％蔗糖（w/v）和7g/L琼脂。在高压灭菌之前使用KOH将培养基pH值调节至5.65.8。随后，将这些培养瓶置于4℃的冰箱中14天，接下来置于具有16 / 8h昼/夜光周期的生长室中，发光强度为2000μMm2 s1和23/18°C亮/暗温热周期，每隔3周定期传代培养。
1．2 植物激素对芽再生的影响
六周后选择合适的Hawaii 4幼苗进行再生实验。将这些幼苗的叶片沿着叶中脉横向切成大约1cm2的叶外植体，置于MS+B5维生素的再生培养基上培养（Gamborg et al., 1968）。此外，再生培养基补充了不同浓度的6BA（2.5，3.0和3.5 mg/L），TDZ（2.0，2.5，3.0和3.5 mg/L）和玉米素（0.5，1.0，和1.5mg/L）与IBA（0.1和0.2mg/L）组合，共计20种处理，每个处理10个外植体，并且实验重复三次（n = 30）。将具有不同再生培养基的培养皿置于16 / 8h昼/夜光周期的生长室中，发光强度为2000μMm2s1和23/18℃光/暗热周期。记录芽再生率和每叶外植体的再生芽数。此外，还需要记录了所有外植体的褐化率。两个月后，在每次处理中计数每个外植体的芽数。
1．3 叶片外植体对选择剂的耐受性
基于Hawaii 4的芽再生实验结果，将不同浓度的潮霉素（0，0.5，1.0，1.5，2.0，2.5，3.0，3.5，4.0，4.5和5.0 mg/L）和草铵膦（0，0.5，1.0，1.5，2.0，2.5，3.0，3.5，4.0，4.5和5.0mg/L）作为选择剂添加到最佳再生培养基中，以确定其对Hawaii 4叶片外植体的最小致死剂量。每种处理含10个外植体且实验重复三次（n = 30）。 45天后，我们记录了每种处理的叶子生长状况。

原文链接：http://www.jxszl.com/nongxue/yy/564282.html