本研究以布朗百合(Lilium brownii)无菌苗鳞片为外植体，采用组织培养的方法，研究不同植物激素组合对不定芽诱导和愈伤组织诱导的影响，旨在建立布朗百合高效再生体系。研究发现最佳不定芽诱导培养基为MS+3 mg·L-1 6-BA+0.5 mg·L-1 NAA+30 g·L-1 蔗糖+7 g·L-1 琼脂；最佳愈伤组织诱导培养基为MS+2 mg·L-1 PIC2+90 g·L-1 蔗糖+7 g·L-1 琼脂。本研究结果将为百合遗传转化及分子生物学研究奠定基础。本研究结果将促进百合种质资源保存、辅助育种、品质改良和在国内的推广应用。
目录
摘要1
关键词1
Abstract1
Key words1
引言1
1材料与方法2
1.1实验材料 2
1.2实验方法 2
1.2.1外植体的消毒——鳞片的消毒2
1.2.2鳞片的接种2
1.2.3无菌苗的获得2
1.2.4无菌苗的扩繁2
1.2.5不定芽的诱导2
1.2.6愈伤组织的诱导3
2结果与分析3
2.1不同激素组合对布朗百合叶片基部诱导不定芽的影响3
2.2不同激素组合对布朗百合叶片基部愈伤组织诱导的影响5
2.2.1不同激素组合对布朗百合叶片基部诱导不定芽的影响5
2.2.2不同激素组合对布朗百合叶片基部愈伤组织诱导的影响6
3讨论 7
3.1不同激素组合对布朗百合叶片基部诱导不定芽的影响7
3.2不同激素组合对布朗百合叶片基部愈伤组织诱导的影响8
致谢8
参考文献9
布朗百合愈伤组织的诱导及植株再生体系的建立
引言
百合是单子叶植物纲百合科（Liliaccae）百合属（Lilium）的多年生球根草本植物，是世界六大鳞茎植物之一和世界著名的切花之一，具有重要的观赏、食用和药用价值，其市场需求与发展前景十分广阔[]。中国是世界百合资源最丰富的国家，特有种占全球百合资源一半以上。但国内百合资源破坏、流失现象严重，绝大部分资源处于野生状态 *景先生毕设|www.jxszl.com +Q: *351916072* 
，资源的开发和利用十分有限，很难满足市场需求[]。目前，国内优质的百合栽种品种都引自国外，种球价格昂贵且质量无法保证且易感染病毒。随着植物生物技术的不断发展，高效遗传转化体系的建立在种质资源保存、辅助育种和品质改良等方面起着越来越重要的作用。良好的百合再生体系是进行遗传转化的基础。因此有必要对百合再生体系以布朗百合为例进行进一步研究[]。
良好的百合再生体系主要通过组织培养技术来完成。但是目前的百合组织培养技术主要以快速繁殖为主，以遗传转化为目的的再生体系研究报道较少，且依赖性强，在不同资源间的组织培养效果存在明显差异[3]。
百合不定芽再生系统是指外植体细胞不经过脱分化产生愈伤组织的阶段而直接分化出不定芽获得再生植株[]。直接再生作为受体的优点是活的再生植株的周期短、操作技术简单、变异系数小，但转化率大大低于愈伤组织，而且嵌合体较多。常用的外植体为鳞片和叶片。
外植体经脱分化培养诱导形成愈伤组织，并通过分化培养获得再生植株的受体系统被称为愈伤组织再生系统。良好的百合再生体系是进行遗传转化的基础[2]。良好的再生系统要求，愈伤组织必须有一定的增殖率，可通过继代培养而维持然后再生成植株。愈伤组织再生系统的特点是转化率高、扩繁量大，但是也有变异率大、嵌合体多的缺点[]。
近年来，关于百合的再生体系已经有很多研究，研究的方向大多集中在外植体的选择和最适培养基配方的筛选。目前已有关于东方百合‘Sorbonne’组培苗鳞片的再生体系[]，铁炮百合无菌苗的叶片、鳞片的再生体系[]，巨球百合无菌苗的叶片、叶柄、小鳞片的再生体系[]，细叶百合不同组织的再生体系[]，‘无粉白’百合珠芽再生体系[]欧洲百合(L. martagon)无菌苗鳞片的再生体系[]的研究，分别筛选出了相应百合品种的特定外植体诱导愈伤组织和不定芽再生的最适培养基配方。
本课题以布朗百合(Lilium brownii)无菌苗鳞片为外植体,探讨不同植物激素组合对愈伤组织诱导和不定芽诱导的影响,进而建立布朗百合高效再生体系。
1材料与方法
1.1实验材料
供试材料布朗百合为南京市大学百合课题保存，取其鳞茎作为外植体材料。
本试验所使用的培养基均是MS培养基，每组实验的培养基中含有相同浓度的蔗糖和琼脂粉，然后添加不同种类和浓度的生长调节剂6BA、NAA、PIC2。加入320~340 μLL1 NaOH母液调节pH为5.85。
1.2实验方法
1.2.1外植体的消毒——鳞片的消毒
剥取无损的布朗百合鳞片，从外到内分成外层、中层、内层，用水洗净后，流水冲洗2~3 h，75% 乙醇浸泡消毒30~60 s，1% 次氯酸钠浸泡消毒20 min，无菌水洗5遍以清除残余的NaClO，用滤纸吸干水。
1.2.2鳞片的接种
配制培养基（MS + 2.0 mgL1 6BA + 0.2 mgL1 NAA + 30 gL1 蔗糖 + 7 gL1 琼脂）；切取鳞片或幼嫩茎段，接种于培养基上。将切除后的无菌苗接种在培养瓶内继续培养；每个培养瓶或培养皿接种3~5个鳞片或幼嫩茎段。
1.2.3无菌苗的获得
待鳞片出芽后，再生长两周；切下芽点置于生根培养基中，一般MS培养基即可，也可加入少许生长素类激素，促进生根；待芽点形成可见的鳞茎结构，可以更换新的培养基，继续培养；更换新的培养基时，切除叶片和根，将鳞茎转移到新的培养基上，进行鳞茎的增大培养，增大培养时可以适当地提高培养基中蔗糖的含量（60 gL1 ）。
1.2.4无菌苗的扩繁
进行多次无菌苗的扩繁以获得足够的试验材料。具体方法为：配制培养基（MS + 1.0 mgL1 6BA + 0.2 mgL1 NAA + 30 gL1 蔗糖 + 7 gL1 琼脂）；切取鳞片或幼嫩茎段，接种于培养基上。将切除后的无菌苗接种在培养瓶内继续培养；每个培养瓶或培养皿接种3~5个鳞片或幼嫩茎段。
1.2.5不定芽的诱导
设置不同激素的浓度梯度（A1, A2, A3, A4），每个处理做三盘重复，每一盘放置10个长1cm小茎段。

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